Unité Mixte
de Recherche

Biologie et Génétique
des Interactions Plante-Parasite
 

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de Baillarguet
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FRANCE


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Equipe 2 : Interactions Virus Insecte Plante (VIP) Thématique de recherche
 

Interactions moléculaires entre virus et insectes vecteurs
Responsable: Marilyne Uzest
 

Tous les virus de plante transmis par puceron selon le mode non-circulant sont retenus dans les pièces buccales de leurs insectes vecteurs (stylets). Ce projet vise à identifier les récepteurs spécifiques des Caulimo-, Poty-, et Cucumovirus dans les stylets afin de caractériser finement les interactions virus/vecteur ; et à comprendre le rôle de l’acrostyle - organe qui porte certains récepteurs - dans les interactions plante-insecte.


Personnel impliqué dans le projet

M. Uzest
Chercheuse
Responsable du projet
C. Hemmer
Post- doctorant
B. Monsion
Post-doctorant
B. Cayrol
Technicien
E. Pichon
Ingénieure
A. Morisset
Assistant technique
M. Deshoux
Doctorante
   
Etudiants
M. Thillier (2013, Master 2, Univ. Montpellier, France)
M. Deshoux (2015, Master 2, Univ. Montpellier, France)
F. Delicque (2016, Master 2, Univ. Montpellier, France)

M. Deshoux (2016-2019, Thèse, Montpellier, France)

Principale collaboration
P. Bron (Directeur de recherche, INSERM, Montpellier, France)
P. Bulet (Directeur de recherche, CNRS, Montpellier, France)
A. Fereres (Professeur, CSIC, Madrid, Espagne)
Y. Rahbé (Directeur de recherche, INRA, Lyon, France)
L. David (Professeur, Université Lyon, France)

Contexte scientifique du projet de recherche

Les pucerons sont des insectes qui se nourrissent de la sève des végétaux, et qui sont responsables de la transmission de centaines de virus, eux-mêmes capables d’infecter la quasi-totalité des espèces végétales cultivées dans le monde, causant des dégâts énormes sur les plans agronomique, économique et sociaux.
La majorité des virus transmis par pucerons sont retenus au niveau de leurs pièces buccales, les stylets (figure 1), et seront ainsi transportés au gré des déplacements des insectes qui pourront les inoculer, parfois en une seule piqûre de quelques secondes, lorsqu’ils se nourriront sur une nouvelle plante saine, propageant ainsi les épidémies.

Ce mode de propagation est particulièrement efficace et difficile à contrecarrer par les méthodes de lutte classique, qui font souvent appel à l’utilisation de produits chimiques ou insecticides. Une connaissance approfondie des interactions virus/insectes vecteurs devrait nous permettre de proposer des solutions alternatives, plus respectueuses de l’environnement, pour cibler spécifiquement les molécules impliquées et bloquer ainsi la transmission des virus. Les déterminants viraux sont maintenant bien définis. Le principal défi consiste à identifier les récepteurs chez l’insecte.

Figure 1 : Schématisation de l’attachement des particules virales dans les stylets maxillaires du puceron (mx). Soit directement via la capside au niveau du récepteur (R) le long de la cuticule qui tapisse le canal interne des stylets – Cucumovirus – soit indirectement par l’intermédiaire d’une protéine virale, le helper component (HC-Pro chez les Potyvirus, P2 chez le CaMV) qui crée un lien moléculaire entre le récepteur et la particule virale – Potyvirus et Caulimovirus .
 

Résultats scientifiques marquants

Nous avons mis au point des tests d’interaction sur stylets disséqués individualisés qui nous ont permis de montrer que les récepteurs du Cauliflower mosaic virus (CaMV) sont localisés à la pointe des stylets maxillaires de puceron dans le canal commun, zone où canal alimentaire et canal salivaire fusionnent (figure 2). Ce sont des protéines cuticulaires non glycosylées dont une partie est enfouie dans la chitine, et une partie affleure en surface. C’est avec le domaine exposé en surface que la protéine virale P2 interagit.

Nous avons découvert l’acrostyle, organe situé dans le canal commun, grâce à une étude de l’ultrastructure de la pointe des stylets maxillaires de puceron réalisée par microscopie électronique à transmission et microscopie électronique à balayage (figure 3). L’acrostyle est un organe de 3 à 4 µm de long, 250 nm dans sa partie la plus large. Il porte les récepteurs d’au moins un virus de plante, le CaMV. Il semble conservé y compris au niveau moléculaire chez les pucerons (retrouvé chez tous les pucerons pour lesquels il a été recherché, étude menée principalement chez les Aphidinae et les Calaphidinae).


Figure 2 : Localisation des récepteurs du CaMV. La protéine virale P2 du CaMV fusionnée à la GFP (vert) est retenue au niveau du canal commun à la pointe des stylets maxillaires de puceron (orange). Ici puceron Acyrthosiphon pisum. Observation faite en microscopie à épifluorescence. D’après Uzest et al 2007


Afin d’identifier les protéines présentes dans l’acrostyle, nous avons développé une banque d’anticorps dirigés contre différentes protéines cuticulaires de puceron.

Par immuno-marquage des stylets, nous avons pu mettre en évidence la présence de motifs peptidiques particuliers au niveau de l’acrostyle et montré que cet organe contient des protéines cuticulaires de la famille des CPR. Une étude approfondie est en cours pour identifier précisément les protéines de l’acrostyle, et en particulier celles qui ont des domaines directement accessibles en surface.
Figure 3 : Acrostyle, organe à la pointe des stylets maxillaires de puceron. Coupe transversale d’un faisceau de stylets de puceron, nourri sur plante infectée par le CaMV, au niveau de l’extrémité distale observée en microscopie électronique à transmission. On visualise 2 particules virales (flèche blanche) au niveau du canal commun du stylet maxillaire supérieur. La surface cuticulaire plus dense aux électrons qui correspond à l’acrostyle est présente en surface des 2 stylets maxillaires (flèches noires sur le stylet inférieur) (A). Observation de la pointe d’un stylet maxillaire en microscopie électronique à balayage. Les flèches noires définissent les contours de l’acrostyle (B). ma: stylet mandibulaire, mx: stylet maxillaire, Ca: canal alimentaire, Cs: canal salivaire, Cc:canal commun.
D’après Uzest et al 2008, 2010.

Nous développons actuellement un programme de recherche qui vise à :

- Etablir le répertoire des protéines de l’acrostyle et des motifs protéiques exposés en surface, et par là même à identifier les récepteurs du CaMV.

- Caractériser et identifier les récepteurs des autres virus non-circulants transmis par puceron, notamment ceux des Potyvirus et des Cucumovirus, qui causent des dégâts considérables sur de très nombreuses cultures à travers le monde. Seuls les récepteurs du CaMV ont été caractérisés à ce jour. Cependant, les données publiées dans la littérature suggèrent fortement une localisation de ces virus à la pointe des stylets maxillaires. Reste donc à définir s’il existe un récepteur universel utilisé par tous les virus non-circulants ou si chacun utilise des molécules différentes. C’est une question importante pour les stratégies de lutte futures envisagées.

- Définir le rôle de l’acrostyle en dehors de la transmission virale. Cet organe, à la confluence des canaux alimentaire et salivaire, pourrait être impliqué dans les interactions plante-insecte qui conduisent à l’installation durable des pucerons sur la plante visitée, par la rétention et le relargage de composés importants pour le processus d’alimentation du puceron.

Financement

Ce projet est financé par l’ANR (projet ANR-StylHook) et par la fondation Bill & Melinda Gates (2nd Phase of the Grand Challenge Exploration)

Liste des publications
2016
Marilyne Uzest & Stéphane Blanc (2016). Molecular Mechanisms Involved in Non-circulative Virus–Vector Interactions. In Brown J., (ed.). Vector-Mediated Transmission of Plant Pathogens. San Diego, USA: Academic Press. p59-72

2015

Filloux D., Murrell S., Koohapitagtam M., Golden M., Julian C., Galzi S., Uzest M., Rodier-Goud M., D'Hont A., Vernerey M.S., Wilkin P., Peterschmitt M., Winter S., Murrell B., Martin D.P., Roumagnac P. 2015. The genomes of many yam species contain transcriptionally active endogenous geminiviral sequences that may be functionally expressed. Virus Evolution, 1 (1): 17 p. http://dx.doi.org/10.1093/ve/vev002.

2014
Blanc, S. ; Drucker, M. ; Uzest,M. (2014). Localizing Viruses in Their Insect Vectors. Annu. Rev. Phytopathol. 52:403–25

2011
Blanc, S., Uzest, M., Drucker, M. (2011). New research horizons in vector-transmission of plant viruses. Curr Opin Microbiol. 14:483–491
M. Uzest, M., Drucker, M., Blanc, S. (2011). La transmission d’un complexe : pas si simple. Cas du virus de la mosaïque du chou-fleur.Virologie 15 (3), 192-204

2010
Hoh, F., Uzest, M.*, Drucker, M., Plisson-Chastang, C., Bron, P., Blanc, S. & Dumas, C. (2010). Structural insights into the molecular mechanisms of cauliflower mosaic virus transmission by its insect vector. J Virol 84, 4706-13.

Uzest, M., Gargani, D., Dombrovsky, A., Cazevieille, C., Cot, D. & Blanc, S. (2010). The "acrostyle": a newly described anatomical structure in aphid stylets. Arthropod Struct Dev 39, 221-9.

Brault, V., Uzest, M., Monsion, B., Jacquot, E. & Blanc, S. (2010). Aphids as transport devices for plant viruses. C R Biol 333, 524-38.

2009
Martinière, A., Gargani, D., Uzest, M., Lautredou, N., Blanc, S. & Drucker, M. (2009). A Role for Plant Microtubules in the Formation of Transmission-specific inclusion bodies of Cauliflower mosaic virus. Plant J 58, 135-146.

2008
S. Blanc, M. Uzest, T. Candresse, M. Drucker, A. Fereres, D. Gargani, E. Garzo, H. Hébrard. (2008). Une protéine clé pour la transmission d'un virus de plante à la pointe des stylets de l'insecte vecteur.Virologie 12 (1), 70-2

2007
Uzest, M., Gargani, D., Drucker, M., Hebrard, E., Garzo, E., Candresse, T., Fereres, A. & Blanc, S. (2007). A protein key to plant virus transmission at the tip of the insect vector stylet. Proc Natl Acad Sci U S A 104, 17959-64.

2005
Moreno, A., Hebrard, E., Uzest, M., Blanc, S. & Fereres, A. (2005). A single amino acid position in the helper component of cauliflower mosaic virus can change the spectrum of transmitting vector species. J Virol 79, 13587-93.

Froissart, R., Roze, D., Uzest, M., Galibert, L., Blanc, S. & Michalakis, Y. (2005). Recombination every day: abundant recombination in a virus during a single multi-cellular host infection. PLoS Biol 3, e89

Plisson, C., Uzest, M.*, Drucker, M., Froissart, R., Dumas, C., Conway, J., Thomas, D., Blanc, S. & Bron, P. (2005). Structure of the mature P3-virus particle complex of cauliflower mosaic virus revealed by cryo-electron microscopy. J Mol Biol 346, 267-77.

2004
Froissart, R., Uzest, M., Ruiz-Ferrer, V., Drucker, M., Hebrard, E., Hohn, T. & Blanc, S. (2004). Splicing of Cauliflower mosaic virus 35S RNA serves to downregulate a toxic gene product. J Gen Virol 85, 2719-26.

2002
Drucker, M., Froissart, R., Hebrard, E., Uzest, M., Ravallec, M., Esperandieu, P., Mani, J. C., Pugniere, M., Roquet, F., Fereres, A. & Blanc, S. (2002). Intracellular distribution of viral gene products regulates a complex mechanism of cauliflower mosaic virus acquisition by its aphid vector. Proc Natl Acad Sci U S A 99, 2422-2427.

2001
Hébrard, E., Drucker, M., Leclerc, D., Hohn, T., Uzest, M., Froissart, R., Strub, J.-M., Sanglier, S., van Dorsselaer, A., Padilla, A., Labesse, G. & Blanc, S. (2001). Biochemical Characterization of the Helper Component of Cauliflower Mosaic Virus. J. Virol. 75, 8538-8546.

1997
Michel, B., Ehrlich, S. D. & Uzest, M. (1997). DNA double-strand breaks caused by replication arrest. EMBO J 16, 430-8.

1995
Uzest, M., Ehrlich, S. D. & Michel, B. (1995). Lethality of rep recB and rep recC double mutants of Escherichia coli. Mol Microbiol 17, 1177-88

1994
d'Alencon, E., Petranovic, M., Michel, B., Noirot, P., Aucouturier, A., Uzest, M. & Ehrlich, S. D. (1994). Copy-choice illegitimate DNA recombination revisited. EMBO J 13, 2725-34.

1992
Vilette, D., Uzest, M., Ehrlich, S. D. & Michel, B. (1992). DNA transcription and repressor binding affect deletion formation in Escherichia coli plasmids. EMBO J 11, 3629-34.

1991
Uzest, M., Ehrlich, S. D. & Michel, B. (1991). The Escherichia coli terB sequence affects maintenance of a plasmid with the M13 phage replication origin. J Bacteriol 173, 7695-7.

 

 
asques et ascospores de Magnaporthe orizae - copyright : JL Notteghem spores Magnaporthe oryzae - copyright : JL Notteghem bactéries Xanthomonas pseudoalbilineans (gauche) et Xanthomonas albilineans (droite). Les deux produisent l'antibiotique albicidine (structure en haut de la photo - copyright : S. Cociancich/A. Mainz
  champignon Magnaporthe (vert) en train d'attaquer une feuille de riz - copyright : A. Delteil/JB Morel test d'anticorps sur puceron (Mysus persicae) - copyright : MS Vernerey/M. van Munster/M. Uzest